sábado, 4 de diciembre de 2010

Huerto en casa: Los pequeños invernaderos

Un pasatiempos muy bueno para distraernos a la vez que cuidamos el medio ambiente y obtenemos recompensas son los huertos en casa o huerto caseros, que son realmente muy simples de hacer y pueden dar frutas y vegetales orgánicos para disfrutar en familia de las bondades de la naturaleza.

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En los huertos caseros se pueden cultivar tomates, cultivar fresas, lechugas, patatas, zanahorias, espárragos, espinaca, coliflores, calabazas y muchísimo mas, ya que solo se necesitará un poco de espacio verde y voluntad , ya que inclusive, la mayoría de estas plantas pueden crecer tranquilamente en macetas, e incluso podremos ayudar a su crecimiento con la construcción de in invernadero pequeño o un invernadero casero.

Los insumos para un huerto casero son económicos, y en la mayoría de los casos se puede optar por opciones caseras como cáscaras de frutas para abonar la tierra.

Invernaderos pequeños

Así como existen invernaderos caseros, también podemos construír invernaderos pequeños. Básicamente, los invernaderos pequeños funcionan igual que los invernaderos caseros. La diferencia está en el tamaño y, por supuesto, son más sencillitos de construír.

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Esto que parece un invernadero  de juguete es la imagen de invernaderos pequeños. Lo bonito de los invernaderos pequeños es que son tan pero tan fáciles de construir que hasta pueden hacerlo los niños. Por ejemplo, muchas personas siquiera saben que es posible hacer invernaderos pequeños con botellas  de plástico. No sólo es posible, sino que de hecho los niños los hacen en las escuelas. Aquí el vídeo nos enseña como unos niños estudiantes de la provincia de Córdoba en Argentina construyen invernaderos pequeños con botellas de plástico.





Lo positivo de todo esto es que los niños van aprendiendo desde la infancia, en el colegio, qué es un invernadero, para qué sirven los invernaderos y cómo se construyen los invernaderos pequeños. Es un modo de ir concienciándoles desde la niñez de la importancia de preservar el medio ambiente  así como de la necesidad de plantar y de cultivar y, de ser posible, hacerlo en casa.

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De mayores, ya conocerán la importancia y los beneficios de tener invernaderos caseros y sabrán cómo construirlos después de haber aprendido haciendo invernaderos pequeños para ir practicando. Lo más importante es concienciarse de la necesidad de preservar nuestro medio ambiente así como de lo importante que es vivir de modo más ecológico. Gracias a los invernaderos pequeños se va aprendiendo que los invernaderos caseros favorecen a la hora de cultivar.

Invernaderos caseros

Construir invernaderos caseros es ideal si pensamos en nuestro huerto o jardín de invierno.
invernadero

De hecho, los invernaderos caseros poseen varias ventajas importantes sobre un jardín común. Los cultivos generalmente son mejores, la duración para cultivar es mayor y, además, atraerá la atención de los vecinos porque los invernaderos caseros suelen ser llamativos.



Un invernadero en el jardín o en el huerto posee la ventaja indiscutible de alargar el período de siembra exterior de las plantas. Los invernaderos caseros proporcionan protección contra el frío y, por lo tanto, es posible sembrar las semillas bastante tiempo antes. Las plantas aprovecharán al máximo el sol del verano porque tendrán un crecimiento rápido. Además, también el período de la cosecha se adelantará.

Los invernaderos caseros pueden presentar algunos problemas de aireación y de polinización. La forma de revertir esta tendencia es crear aberturas que permitan que entren y que salgan el aire y los insectos que cumplen la función de agentes de polinización. Es posible decorar nuestros invernaderos caseros con ventiladores y tener en cuenta todos los accesorios ecológicos que hagan falta para obtener un mayor rendimiento.

Si bien, en algunos casos, puede presentarse algún inconveniente, no debemos tener dudas que construír un invernadero es una de las cosas más positivas que podemos hacer en nuestro hogar. Por otra parte, los inconvenientes son sencillos de paliar y nuestra inversión rentabilizará. Teniendo la posibilidad de tener invernaderos caseros, no debemos dejar pasar la oportunidad.

Sin lugar a dudas, construír invernaderos caseros es una excelente inversión y una excelente idea ecológica que ayudará a nuestras plantas y flores a crecer mejor.

jueves, 2 de diciembre de 2010

Nuevas tendencias en el control biológico de plagas en cultivos protegidos

Es conocida la “revolución verde” que se ha sucedido en cultivos en invernaderos de Almería, donde se ha producido un cambio rápido e importante con el paso del control químico de plagas, de alta intensidad, a un control integrado (con un fuerte componente de utilización de enemigos naturales) o casi a un control biológico puro (con muy pocas aplicaciones de fitosanitarios y usando además productos de muy baja toxicidad). En este artículo se analizan las nuevas plagas existentes en los invernaderos y los nuevos enemigos naturales para su control. 

La evolución de la superficie bajo plástico, con lucha biológica, ha pasado, en la campaña 2006/07, de menos de 200 ha a las 11.700 ha en la presente campaña, de forma que el 50% de los cultivos en invernadero está utilizado agentes de control biológico (van der Blom, 2009).

Las causas que han llevado a la situación actual son múltiples y han tenido que ser coincidentes para que se produzca el espectacular avance. En primer lugar, la puesta en el mercado de un enemigo natural realmente adaptado a las condiciones en invernaderos del sureste de España, tema que luego se ampliará, que por tanto presentaba una excelente efectividad; en segundo lugar, la crisis del pimiento, en la campaña 2006-07, que supuso una reducción de las exportaciones de dicho fruto en un 15%, unido a la campaña negativa desatada en Europa; en tercer lugar, la existencia de varias empresas comercializadoras de enemigos naturales que pudieran abastecer la demanda; y en cuarto lugar, la fuerte apuesta de la Administración andaluza por esta forma de producción, con las correspondientes ayudas económicas.

Existe un factor aglutinante de todas las causas anteriores, como ha sido la predisposición de los agricultores al cambio, motivado por el cansancio y desesperación de los mismos al darse cuenta del excesivo control químico empleado en los cultivos en invernaderos, que conllevaba apariciones frecuentes de resistencias con la consiguiente ineficacia de materias activas, fuertes reinfestaciones por plagas, problemas de residuos, problemas de comercialización, etc.

Nuevas plagas

La extensión de la lucha integrada, con su alto componente de utilización de agentes de control biológico, ha traído aparejados beneficios desde un punto de vista de la incidencia de plaga, de manera que la extensión de este método ha reducido la incidencia, al principio del cultivo, de graves y problemáticas plagas, como es el caso del trips de las flores (Frankliniella occidentalis) o la mosca blanca (B. tabaci). Dicho beneficio general ha sido palpable, tanto en invernaderos bajo lucha integrada, como en aquéllos que se sigue utilizando el control químico.

Igualmente se ha caído un tema tabú, ya que la extensión de la lucha biológica contra plagas no ha supuesto ningún perjuicio, en general, en el control de los fitopatógenos transmitidos por algunas de estas especies plaga, de manera que la incidencia de las principales virosis de los cultivos en invernaderos se han visto reducidas.

Por otra parte, la reducción de tratamientos fitosanitarios ha tenido efectos parcialmente perjudiciales con la presencia de nuevas plagas en invernaderos, cuyas poblaciones eran mantenidas y controladas fácilmente por los productos empleados para combatir las plagas de mayor importancia económica. Es el caso de la chinche verde (Nezara viridula), el cotonet o melazo (Planococcus citri), falsos gusanos de alambre (Gonocephalum rusticum), Creontiades pallidus, etc. (Robledo et al., 2008) que sin constituir, sin embargo, plagas de importancia económica grave, provocan alteraciones o distorsiones en los programas de lucha biológica, al tener que introducirse algún tratamiento químico.

Los programas de control biológico, por el contrario a lo anteriormente señalado para plagas secundarias, pueden verse drásticamente modificados por la introducción de plagas graves exóticas, como es el caso del minador suramericano del tomate (Tuta absoluta), ya que su control químico es difícil (Siqueira et al., 2000; Lietti et al., 2005) y, hasta la fecha, se conocían pocos enemigos naturales autóctonos que estuvieran bien adaptados al control de sus poblaciones (Urbaneja et al., 2008; Cabello et al., 2009 a).

Nuevos enemigos naturales

Como anteriormente se mencionó, la comercialización del ácaro depredador A. swirski, muy efectivo en el control de mosca blanca (Bemisia tabaci) supuso realmente un punto de inflexión en la utilización de la lucha biológica en cultivos en invernaderos. Este hito representaba el paso de la comercialización de enemigos naturales exóticos, como por ejemplo, Encarsia formosa para el control de mosca blanca de los invernaderos a otros obtenidos en zonas climáticas similares a las de los invernaderos, o más recientemente, a la utilización de enemigos naturales autóctonos, que presenta una mejor adaptación a las condiciones de los invernaderos del sur de Europa. Valga como ejemplo Nesidiocoris tenuis o los más recientes: Baculovirus (SeMNPV) Nabis pseudoferus o Trichogramma achaeae.

Estos enemigos naturales nacen de la demanda del sector, que se canaliza a través de las empresas productoras de enemigos naturales. Normalmente, estas empresas locales presentan poco desarrollo de sus equipos de I+D, lo que es completado por las ayudas y subvenciones, tanto estatales como autonómicas, que permite la transferencia de tecnología desde los Organismos Públicos de Investigación (Universidades y Centros de Investigación Agraria de las comunidades autónomas) a dichas empresas y, por tanto, al sector.

En realidad el binomio demanda de “enemigos naturales-empresas productoras” es un sistema que se retroalimenta: sin empresas productoras no se puede aplicar la lucha biológica a nivel de agricultor; a su vez, sin demanda no se implantan o crean las empresas. La importancia del tema es tal que se estima que sólo en cultivos en invernaderos de Almería, el valor de los enemigos naturales comercializados se sitúa anualmente en los 25 a 30 millones de euros (van der Blom, 2009).

En este sentido, la transferencia de tecnología entre OPI-empresas del sector ha dado sus frutos con la puesta a punto, por parte de la Universidad de Almería conjuntamente con Agrobío y en colaboración con el Instituto Canario de Investigaciones Agrarias, de un nuevo agente de control biológico del minador suramericano del tomate (T. absoluta). Se trata del parasitoide de huevos, Trichogramma achaea. Esta especie autóctona, aunque tiene una distribución cosmopolita, completa todo su desarrollo dentro de los huevos de otros insectos (lepidópteros y dípteros, fundamentalmente). Presenta un tamaño muy pequeño, menos de 0,5 mm de longitud, por lo que probablemente se trata del agente de control biológico utilizado más pequeño.

El desarrollo y puesta a punto del método de control con T. achaea se ha producido en los tres últimos años (2007-09), de forma que el mismo estará disponible comercialmente en la segunda mitad del presente año.

Las eficacias obtenidas en cultivos de tomate en invernadero de Almería es del 95,8% (Cabello et al., 2009b). Dicho valor es mayor al obtenido con la especie americana T. pretiosum, que es usada en Brasil y otros países de la zona (Freitas et al., 1994: Parra y Zucchim, 2004), que sólo está adaptada al cultivo de tomate al aire libre y bajo clima tropical, de forma que su efectividad en invernaderos de España sería muy discutible.

Además, por los problemas de localización y resistencias, el control químico de T. absoluta es difícil, presentando una eficiencia inferior a los niveles de eficacia antes señalados para T. achaeae, con lo que se ha puesto a punto el primer agente de control biológico cuya eficacia supera a la del control químico.

Conclusiones

Evidentemente la importante revolución verde en invernaderos de Almería ha supuesto un importante esfuerzo, tanto por parte de los agricultores y sus asociaciones, como por parte de las empresas productoras de enemigos naturales, para poner a punto y mejorar los sistemas, siempre en evolución, de la utilización de la lucha biológica. Conjuntamente con un muy importante cambio y trabajo para los técnicos que han tenido que cambiar sus esquemas de control de plagas de una campaña a la siguientes, tarea que han abordado con notable profesionalidad y acierto.

La aplicación de la lucha biológica, a su vez, ha representado un grado de aceptación entre los agricultores de Almería enorme, con un alto grado de satisfacción, lo que no es frecuente para las innovaciones dentro del sector agrario.

Finalmente, la repercusión de la comercialización de estos productos hortícolas obtenidos bajo el sistema de “no uso” del control químico también ha sido importante, no tanto en precios, sino en la posibilidad de seguir abasteciendo unos mercados y unos consumidores que demandaban, de forma cada vez más creciente, dicho cambio.

BIBLIOGRAFÍA

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Cabello, T.; Gallego, J.R.; Vilá, E.; Soler, A.; Pino, M. del; Carnero, A.; Hernández-Suárez, E.; Polaszek, A., 2009 b. Biological control of the South American Tomato Pinworm, Tuta absoluta (Lep.: Gelechiidae), with releases of Trichogramma achaeae (Hym.: Trichogrammatidae) in tomato greenhouses of Spain. Bull. OIBC/wprs (en prensa).
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Parra, J.R.P.; Zucchim R.A., 2004: Trichogramma in Brazil: Feasibility of use after twenty years of research. Neotrop. Entomol. 33: 271-281.
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Siqueira, H.A.A.; Guedes, R.N.C.; Picanco, M. C., 2000: Insecticide resistance in populations of Tuta absoluta (Lep.: Gelechiidae). Agric. For. Entomol. 2: 147-153.
Urbaneja, A.; Monton, H.; Molla, O.; Beitia, F. 2008. Suitability of the Tomato Borer Tuta absoluta as prey for Macrolophus pygmaeus and Nesidiocoris tenuis. J. Appl. Entomol. (publ. online).
van der Blom, J., 2009. Control Biológico en cultivos en invernaderos de Almería. Seminario sobre control Biológico en Producción Agroalimentaria. Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino. Murcia. 6-8 de mayo.

Mejoras en la lucha contra los virus que asolan los cultivos de tomate y melón

La Estación Experimental del Zaidín (centro perteneciente al CSIC) ha acogido una charla sobre las estrategias más eficaces y duraderas para el control de los virus de plantas. El encargado de impartir este seminario ha sido Enrique Moriones, investigador del Consejo Superior de Investigaciones Científicas y responsable del Laboratorio de Virología Vegetal de la Estación Experimental "La Mayora" del CSIC en Málaga. 

Este investigador trabaja en enfermedades virales de importancia económica en las especies hortícolas propias de los cultivos intensivos del sur de España, tales como el tomate y el melón. Además, Enrique Moriones es el director de este centro de investigación en Málaga.

Desde finales de los años '80 se han venido produciendo graves epidemias de virus transmitidos por la mosca blanca Bemisia tabaci en cultivos de tomate de España y el resto del mundo. Este es el caso de las epidemias ocasionadas por los begomovirus (familia Geminiviridae) causantes de la enfermedad del rizado amarillo del tomate que supone un serio factor limitante para la producción.

En España los cultivos intensivos permiten la venta de productos al extranjero, pero estos virus terminan con las cosechas lo que da lugar a grandes pérdidas económicas para la agricultura española.

En los últimos años, los estudios que ha llevado a cabo este Laboratorio de Virología Vegetal se han concentrado en virosis, enfermedades provocadas por virus, que afectan a tomate y melón.

Tras más de una década de estudio, el grupo de investigación de Enrique Moriones ha podido delimitar los principales factores asociados con esta emergencia, al igual que el virus de la gripe que tiende a modificarse y variar año tras año, los virus que asolan los cultivos españolas actúan de la misma manera.

Los virus también se adaptan

En general, estos investigadores han observado una alta plasticidad de las poblaciones de estos virus en parte relacionada con su rápida capacidad de evolución a través del intercambio genético por medio de la recombinación, explorando nuevos espacios de secuencia y variabilidad genética.

Según Enrique, ya cuentan con resultados que reflejan la elevada capacidad de estos virus para adaptarse a nuevas condiciones ecológicas. Esto dificulta notablemente el control de las epidemias en los cultivos por lo que se han investigado estrategias que puedan combinarse en sistemas de manejo integrado que incluyen actuaciones a muy distintos niveles.

“Tenemos datos que indican que la incorporación de resistencia en la planta tanto al virus como al insecto vector, encargado de transportar a este virus, puede ser muy efectiva para el control de las epidemias aunque no suficiente. De ahí que la incorporación de medidas de manejo del cultivo puede ser básica” afirma el director de la Estación Experimental de “La Mayora”.

Entre las medidas que están aplicando está el uso de aditivos en las cubiertas plásticas de cultivos protegidos que dificultan la visión del insecto, puesto que estas cubiertas impiden el paso de la luz ultravioleta, o de la inducción de resistencia sistémica en planta, mediante la inoculación de compuestos se puede lograr cambiar las rutas bioquímicas de la planta consiguiendo que esta sea resistente a la infección por estos virus.

Fuente: Estación Experimental del Zaidín

VIRUS EN CULTIVOS HORTÍCOLAS INTENSIVOS

1. CONCEPTO E IMPORTANCIA
Las pérdidas que producen los virus en la agricultura, son cuantiosas. Se estima que las virosis han llegado a producir pérdidas de muchos miles de millones de pesetas, en cultivos protegidos.
En general, los virus provocan un descenso en la fotosíntesis, disminuyen la cantidad de hormonas de crecimiento, descienden el nivel de nutrientes en la planta y aumentan la respiración.

Pero... ¿ que son los virus ?.

Son nucleoproteínas de tamaño miles de veces inferior a un milímetro, capaces de invadir células vivas y multiplicarse dentro de ellas, causando diversas enfermedades que se conocen como virosis. Los animales, los vegetales, los hongos, etc., padecen los ataques de los virus. En los seres humanos causan multitud de males, desde un simple catarro hasta el SIDA. Se conocen más de 2.000 virus diferentes, de los cuales un 25 por ciento afectan a los vegetales; son los que se conocen como fitovirus.
La mayoría de los fitovirus no suelen ser específicos. Es decir, uno de ellos puede atacar a distintas especies vegetales, y cada una de éstas puede sufrir el ataque de varios virus diferentes.
Todos los virus que infectan a las plantas, constan por lo menos de un ácido nucleico y una proteína que envuelve a este. Las formas de los virus son muy variables. Existen virus alargados, en forma de filamento sinuoso, virus en forma de varilla rígida, virus baciliformes y virus poliédricos.

2. TRANSMISIÓN.
Los virus se pueden transmitir de una planta a otra por propagación vegetativa, es decir, injertos, esquejes, etc., por transmisión mecánica provocadas por herramientas agrícolas como tijeras de podar, por semillas, por polen, pero sobre todo por insectos.
Los insectos, son sin duda los vectores de fitovirus más eficaces. Los insectos vectores más importantes son los chupadores.

Los virus transmitidos por insectos se clasifican en persistentes y no persistentes. Los virus no persistentes se transmiten en las piezas bucales de los insectos (estiletes en el caso de los chupadores), donde pueden permanecer viables desde pocos minutos, hasta varias horas.
Los virus persistentes, en cambio, pasan al interior del insecto y de ahí a la saliva, para ser inoculados a otros hospedantes. A veces, algunos virus pueden multiplicarse dentro del vector. Los virus no pasan de una muda a otra, ni de la madre al huevo.
3. TIPOS DE VIRUS
El virus de la cuchara (TYLCV) apareció por primera vez en Italia en 1988, y debe su nombre a que los foliolos presentan un aspecto encorvado, semejante a una cuchara.
Este virus se transmite con buena eficiencia por poblaciones de mosca blanca, del tipo Bemisia tabaci. Existe otra mosca blanca también frecuente en los invernaderos, Trialeurodes vaporariorum, pero no parece que sea vector del virus de la cuchara.

Tanto las larvas como los adultos de Bemisia, son capaces de adquirir el virus de las plantas infectadas durante la fase de alimentación, que de cualquier modo, no debe tener una duración inferior a 15 o 30 minutos.

Después de la adquisición del virus por parte del insecto, sigue un período de latencia de 17 a 21 horas durante el cual el insecto no está en condiciones de transmitir el virus, ya que está invadiendo su sistema circulatorio. Posteriormente, el vector está en condiciones de transmitir el virus durante unos 30 días, es decir, durante toda la vida del adulto.

El virus de la cuchara no puede ser transmitido mecánicamente, ni siquiera por la semilla, al menos en tomate.
Las plantas infectadas por virus de la cuchara se muestran con una talla notablemente reducida, con las yemas apicales y axilares duras. Las hojas se presentan enrolladas, pequeñas y coriáceas, con el limbo más o menos amarillento.
Las hojas que se desarrollan en la primera fase de la infección, aparecen enrolladas hacia la parte inferior de sus nerviaciones medianas, mientras que las que se desarrollan más tarde, presentan los bordes vistosamente amarillentos y vueltos hacia arriba, teniendo la planta un aspecto general de raquítica y de mata arbustiva.

El virus de las venas amarillas del pepino (CVYV), es de reciente introducción en el poniente almeriense, y afecta a todas las especies de la familia de las cucurbitáceas, como pepino, melón, calabacín y sandía. Está extendido por todo el mediterráneo oriental; Israel, Valle del Jordán y Turquía.
En las hojas se observa un amarilleamiento de las nerviaciones o de las venas, que le da nombre al virus. Dependiendo del momento de la infección, estos síntomas pueden presentarse de forma general por toda la planta, así como un menor desarrollo de la misma.
En frutos de pepino se produce un mosaico verde claro o verde oscuro.

Este virus se transmite también por Bemisia y se ha señalado una baja efectividad por parte del insecto, necesitando un número de 15 a 20 insectos por planta como mínimo, para la transmisión de este virus. Artificialmente puede ser transmitido de forma mecánica, de forma poco eficiente, pero posible.

Otro virus que se produce con mucha frecuencia en el pepino, es el virus del amarilleo (CuYV), en el que las hojas presentan mosaicos amarillos en las zonas internerviales, con los nervios de color verde normal. No se observan síntomas en los frutos, sólo reducción del rendimiento.







El virus de las manchas bronceadas del tomate o spotted (TSWV), se transmite mediante trips. Estos insectos además de provocar heridas en las plantas con los pinchazos que producen al alimentarse, dañan también a la planta en la puesta de huevos, ya que estos se colocan por parte del insecto bajo la epidermis del vegetal.
Este virus ataca también a tomate, y las primeras manifestaciones sintomatológicas de la virosis, son manchas anulares o redondeadas de 3 a 4 milímetros de diámetro, primeramente cloróticas y después de color pardo que aparecen en las hojas apicales.

Cuando avanza esta virosis, las plantas infectadas presentan una marcada reducción de crecimiento, y recurvado del eje principal de las hojas, hacia abajo. En las hojas basales aparecen lesiones necróticas, que pueden afectar a todo el limbo.
Los frutos de tomate presentan machas de color amarillento a parduzco, de forma redondeada o anular. Normalmente, estos frutos son de tamaño inferior a lo normal y pueden presentar deformaciones.

El spotted en pimiento, produce en las plantas atacadas enanismo, recurvado de las hojas hacia abajo, manchas anulares clorótico-necróticas en las hojas maduras, así como bronceado y necrosis en las jóvenes.
En los frutos de pimiento, aparecen manchas de color amarillento o verduzco, aisladas o confluentes de forma circular, que tienen un diámetro de unos dos centímetros. Con frecuencia los frutos presentan dimensiones reducidas y vistosas deformaciones
4. MEDIDAS PREVENTIVAS.
Los métodos de lucha que se producen en estos virus que se han descrito hasta ahora, se basan fundamentalmente en el control del vector de Bemisia y trips, y van encaminados a prácticas preventivas y culturales que prevengan o limiten la acción del vector que serían:
  • Colocación de doble malla en las bandas y cumbreras de los invernaderos, que limiten o impidan la entrada de insectos, y colocación de doble puerta en la entrada de los mismos, que estén diseñadas de tal forma que, nunca se produzca una entrada de aire en cantidades masivas al interior del invernadero, a través de la entrada al mismo.
  • Utilización de trampas cromóticas amarillas que anulen las poblaciones de insectos, y nos den en cada momento información sobre la cantidad de insectos que hay en el invernadero.
  • Vigilancia y control de la mosca blanca en estados tempranos del cultivo en semilleros, con una serie de tratamientos preventivos y curativos, para evitar la reproducción de estos insectos en la explotación.
  • Extremar las medidas de limpieza de restos vegetales y malas hierbas en el invernadero y alrededores, de forma que no sean un reservorio constante de plagas y enfermedades.
  • Utilización de variedades resistentes o tolerantes en cultivos en los que existan.
Es muy difícil matar a un virus, entre cosas porque no está vivo. La mejor manera de evitar virosis, consiste en la aplicación estricta de cuarentenas, para que la enfermedad no se introduzca en una región, y el empleo de material vegetal certificado libre de virus.
La eliminación de las plantas afectadas por virus y el control de los vectores, ayuda también a evitar males mayores. 

ORGANISMOS DE CONTROL BIOLÓGICO

Eretmocerus mundus Mercet
Hymenoptera, Aphelinidae
No Exótico

Introducción

Entre los enemigos naturales de Bemisia tabaci que han aparecido de forma espontánea en los cultivos hortícolas protegidos almerienses, Eretmocerus mundus Mercet es el más abundante y el más ampliamente distribuido ().
E. mundus es una especie bien conocida desde la Cuenca del Mediterráneo hasta Sudán. Ha sido también encontrado en Afganistán, Kenya, Zimbague yMalawi (Rodríguez Rodríguez, M.D. et al., 1994).


Morfología

El adulto es una pequeña avispa de 1mm de longitud. Su cabeza, tórax y abdomen son de color amarillo o amarillo-marrón (siendo los machos más oscuros que las hembras). Posee tres típicos puntos rojos en forma triangular sobre la cabeza y los ojos son de color verde oscuro.. Las antenas en forma de mazo, formadas por 5 segmentos en las hembras y 3 en los machos, y largas y delgadas patas de color más claro que el resto del cuerpo con tarsos de 4 segmentos.


Biología y Ecología

Eretmocerus mundus pasa por los estados de huevo, tres estadíos larvarios, pupa y adulto.
El ciclo de vida de Eretmocerus mundus depende de la temperatura y el estadío en que Bemisia tabaci es parasitada. Así E.mundus completa su ciclo en 16 días a una temperatura de 25ºC, necesitando con temperaturas más bajas más de un mes (44 días a 14ºC). La longevidad de las hembras durante el invierno es alta. Lo que unida a su capacidad para mantenerse activas en ésta época favorece su propagación sobre cualquier huésped vegetal (Gerling, 1983), citado por Rodríguez, M.D., 1997.
E. mundus es muy eficiente en la búsqueda de su huésped B.tabaci. Parasita todos los estadíos larvarios de B.tabaci, aunque prefiere y se reproduce mejor sobre larvas del segundo o tercer estadío.
Las hembras de E. mundus exploran las hojas en busca de larvas de B.tabaci, reconociendo y evitando la oviposición en el huésped ya parasitado palpándolo con sus antenas. Una vez detectado y aceptado el huésped, la hembra se coloca de espaldas a la larva, de modo que esta se queda en contacto con el ovipositor, y empleando sus patas traseras levanta la larva de Bemisia tabaci y realiza la puesta entre la larva y la hoja. Posteriormente, la larva de primer estadío del parasitoide se introduce en el interior de la larva de mosca blanca, continuando su desarrollo a expensas de ésta hasta alcanzar el estado adulto.
La larva de mosca blanca parasitada por E.mundus adquiere una coloración amarilla-dorada que puede ser observada a simple vista. Cuando el adulto se ha formado, puede apreciarse por transparencia sus ojos oscuros y los rudimentos alares. El exuvio de la larva parasitada es más globoso que el de la larva sin parasitar. En un determinado momento, el adulto corta con sus mandíbulas la cubierta quitinosa y abre un orificio por el que saca primero su cabeza, posteriormente las patas y por fin todo su cuerpo. A continuación despliega sus alas pasando a ser un insecto adulto funcional
A consecuencia de la salida del adulto de Eretmocerus mendus, la larva parasitada presenta un orificio circular, distinguiéndose fácilmente de las mudas normales de la mosca blanca en forma de T.
Aparte de la mortalidad inducida por el parasitismo en si, E. mundus realiza picaduras alimenticias sobre las larvas jóvenes de B. tabaci provocándoles también la muerte, lo cual es una ventaja adicional. E. mundus puede llegar a provocar un 10% de mortalidad por picaduras alimenticias (Gerling & Fried, 2000), citado por Téllez, M.M., 2002.
Por todo lo descrito anteriormente E. mundus es un parasitoide muy específico y de alta eficacia, mostrando altos niveles de parasitismo de B. tabaci en una gran variedad de cultivos hortícolas. E.mundus puede presentar hiperparasitismo

Bibliografía

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-Rodríguez, M.D. Aleuródidos. En: Moreno, R., 1994. Sanidad vegetal en la horticultura protegida. Junta de Andalucía. Consejería de Agricultura y pesca. Sevilla (441 pp.)
-Rodriguez, M.D., 1997. "Colonización de las plantaciones de calabacín (Cucúrbita pepo L. var. Condesa Bailey) por Trialeurodes vaporariorum (Westwood) y de pimiento (Capsicum annum L.) por Bemisia tabaci (Gennadius) (Homop., Aleyrodidae) en los invernaderos de Almería: carasterísticas tipológicas y evolutivas". Proyecto fin de carrera.
-Rodríguez, M.P.; García, M.M. ; Torres, M.M.; Manzanares, C., 2001. Producción integrada en cultivos hortícolas bajo abrigo en Almería. Vida Rural, 136: 48-53.
-Rodríguez, M.D.; Moreno, R.; Rodríguez, M.p., Lastres, J.M.; Téllez, M.M.; Mirasol, E., 1994. IPM tomate: programa de manejo integrado en cultivo de tomate bajo plástico en Almería. Junta de Andalucía, Consejería de Agricultura y pesca. Sevilla. (82 pp.)
-Rodríguez, M.D.; Téllez, Mª.M., 2000. La mosca blanca. Horticultura, Extra-2000: 30-36.
-Rodríguez-Rodríguez, Mª.D.; Moreno, R.; Téllez, Mª.M. Rodríguez-Rodríguez, Mº P. & Fernández-Fernández, R., 1994. Eretmocerus mundus Mercet, Encarsia lutea (Masi) y Encarsia transvena (Timberlake) (Hym.: Aphelinidae) parasitoides de Bemisia tabaci. (Homoptera, Aleyrodidae) en los cultivos hortícolas protegidos almerienses. Bol. Sanidad Vegetal.

Paecilomyces fumosoroseus

Sinonimias:

Isaria fumosoroseus (Wize, 1904)
Spicaria aphodii (Vuill.(1911) (Brown and Smith, 1957))
Paecilomyces hibernicus AUTOR? (1930)


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Paecilomyces fumosoroseus cepa FE 9901 (fotografia propiedad de FuturEco S.L.)

Descripción:

Hongo formado por hifas hialinas-amarillentas, septadas, la mayoría con la pared lisa, miden entre 1.5–3.5 mm de diámetro. Los conidióforos están formados por 4 a 6 fíliadas (cada fíliada = 5.7–8 x 1-2mm), constituidas por una parte basal cilíndrica o hinchada. Las conidias, cílíndricas o fusiformes, se disponen en enrredadas cadenas basípetas, están formadas por una sola célula (raramente dos), son hialinas, ligeramente pigmentadas y tienen pared lisa o equinulada. La pared de las clamidósporas cuando está presente, es más gruesa o equinulada, lisa, u ornamentada (Samson, 1974).

Biología y ecología:

El ciclo de vida de este hongo consiste en las siguientes etapas: adhesión de las conidias o blastosporas al huésped, germinación, penetración, crecimiento vegetativo y conidiogénesis. En condiciones de campo, el hongo crece y se desarrolla rápidamente sobre todos los estadios de mosca blanca, completando su ciclo de vida a las 120 horas (Osborne & Landa, 1992). En medio de cultivo sintético, las colonias de P. fumosoroseus crecen de manera moderada cuando son incubados a 24 ºC (25–30 mm de diámetro a los 7 días y 50-65 mm a las 2 semanas).
Paecilomyces fumosoroseus es un hongo ampliamente distribuido en el suelo en la mayoría de países del mundo, incluido España (Padilla, 2003). Se ha observado en diferentes tipos de suelos a muy bajas densidades (Bolckmans et al., 1995). Este hongo entomopatógeno ha sido citado como posible agente de control biológico para insectos de 25 familias distintas, incluyendo 41 especies (Smith, 1993).
 


Modo de Acción:

El ciclo infectivo de P. fumosoroseus es particularmente rápido bajo condiciones óptimas. El proceso de infección se inicia a partir de la unión de un conidio o blastospora del hongo a la cutícula del huésped. Los primeros síntomas de infección aparecen a las 24-48 horas. Una vez la conidia o blastospora se adhiere a la cutícula del huésped, germina y se observa un aparente crecimiento saprofítico en el exterior del insecto. La infección se inicia a partir de la invasión por parte de la hifa del hongo por los orificios naturales del insecto o bien a través de los segmentos del cuerpo.
Los conidios adheridos al dorsum del insecto están presentes en el hemocelo del huésped a las 24 horas, multiplicándose mediante la formación de cuerpos hifales y blastosporas. El micelio aparece a las 48 horas y a las 72 horas ocurre la esporulación, alcanzándose un máximo a los 5-7 días (Osborne & Landa, 1992; Smith, 1993; Altre & Vandenberg, 2001). El modo de acción no está totalmente descrito en lo que respecta a los mecanismos fisiológicos y bioquímicos implicados.
  
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Adulto de mosca blanca parasitado por Paecilomyces fumosoroseus cepa FE 9901, ingrediente activo del bioinsecticida FuturEco NoFly™. (Fotografía Propiedad de FuturEco S.L.)


Formulaciones en el mercado:

Formulaciones basadas en esporas obtenidas por fermentación líquida del hongo. Se presentan en forma de polvo mojable. Se recomienda aplicarlas al final de la tarde, realizando previamente un riego del cultivo. Mayor eficacia en condiciones de invernadero.
PreFeRal (BioBest) – registrado para su uso en Bélgica. Actualmente en proceso de evaluación en los demás países de la UE (CONFIRMAR).
FuturEco NoFly™ (FuturEco S.L.) – en fase de registro en Europa, Marruecos y Túnez.

Referencias:

Altre & Vandenberg, (2001), Bolckmans et al., (1995), Osborne et al., (1990), Osborne & Landa, (1992), Padilla (2003), Samson, (1974), Smith, (1993).
Autor: Leticia Asensio y Luis V. Lopez-Llorca

Acaudaleyrodes rachipora

Sinonimias:

Aleurotrachelus rachipora Singh, 1931 Aleurotrachelus citri Priesner & Hosny, 1934 Acaudaleyrodes citri (Priesner & Hosny) Russell, 1962 Acaudaleyrodes rachipora (Singh) Russell, 1962

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Descripción:

Pupa suboval negro brillante, rodeada de una franja de secreción cérea de aspecto fibroso. Presencia de raquis y crestas longitudinales subdorsales. Depresión vasiforme elevada con forma de escudo truncado, opérculo y língula muy reducidos. Adultos con alas anteriores provistas de dos manchas en forma de aspas y amplias áreas del cuerpo oscuras. Primer estadio ninfal amarillo translúcido; resto de los estadios inmaduros marrón-negruzcos. El huevo reniforme y parcialmente tendido sobre el sustrato; presenta ornamentación externa reticulada.

Biología y ecología:

A. rachipora está considerada una importante plaga de cítricos en países como Egipto (Llorens & Garrido, 1992) o Pakistán (Khan et al., 1991). En la India fue citada como plaga de Hardwickia binata Roxb., siendo además considerada en España como potencialmente peligrosa para los cultivos de cítricos (Llorens & Garrido, 1992).
 


Importancia económica y daños:

Únicamente en plantas ornamentales del género Euphorbia de las islas de Lanzarote y la Palma se han detectado niveles de población elevados.
 


Estrategias de control:

En la literatura se recogen varias especies de parasitoides: Encarsia davidi Viggiani, E. galilea Rivnay & Gerling, E. lutea Masi y Eretmocerus roseni Gerling en Israel (Viggiani & Mazzone, 1980a; Rivnay & Gerling, 1987; Gerling, 1972) y Encarsia acaudaleyrodis Hayat y Eretmocerus rajasthanicus Hayat en la India (Hayat, 1976).
 
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Plantas hospedantes:

Citrus sinensis, Euphorbia spp. Otras plantas hospedantes: Acacia spp., Cassia spp., Bauhinia sp., Psidium guajava, Punica granatum, Tamarindus indica.

Origen y distribución:

Presente en Canarias. Ampliamente distribuida en la Región Etiópica, Subcontinente Indio y Países Mediterráneos.

Referencias:

Bink-Moenen (1983); Bink-Moenen & Gerling (1990); Gerling (1972); Hayat (1976); Jesudasan & David (1991); Khan et al. (1991); Llorens & Garrido (1992); Mound (1965); Mound & Halsey (1978); Rivnay & Gerling (1987); Viggiani & Mazzone (1980a).

Aleurothrixus floccosus

Sinonimias:

Aleyrodes howardi, 1907
 
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Descripción:

Los cuatro estadíos ninfales por los que pasa esta especie se diferencian, principalmente, por la cantidad de secreción cérea que emiten mediante las diferentes glándulas que tienen sobre su cuerpo. Dicha secreción va apareciendo externamente. En estadíos avanzados la secreción emitida por las glándulas marginales y pleurales, cubren con largos filamentos, y de forma solapada, varios individuos en una misma hoja. Los huevos son arqueados y de color claro que van oscureciendo a medida que se acerca el momento de la eclosión. Suelen realizar las puestas colocando los huevos en forma de círculo.
 

Biología y ecología:

A. floccosus realiza la puesta preferentemente en el envés de las hojas de entre 10 y 20 cm2. Las puestas son muy numerosas y destacan por su elevada capacidad de agregación, siendo también muy agregativa la distribución de sus ninfas (Soto et al., 2002). Sus poblaciones pueden aparecer a lo largo de todo el año, aunque el periodo de mayor densidad es en verano y otoño. El número de generaciones anuales pueden llegar a ser de 5 o 6, en años óptimos para su desarrollo (Soto et al., 2001).
 


Importancia económica y daños:

Esta especie de mosca blanca es, de todas ellas, la de mayor importancia en los cítricos Españoles. Sus daños son debidos, por una parte a la extracción de nutrientes del floema de las plantas, y por otra, a la alta secreción de melazas que puede llegar a cubrir la superficie foliar o incluso los frutos, provocando el crecimiento de hongos y la aparición de otras plagas (Byrne et al., 1990).
 


Estrategias de control:

Control químico: Buprofecin y aceites.

Control biológico: Cales noacki es el parásito más extendido en la cuenca mediterránea para el control de A. floccosus. Fue introducido en Europa en 1970 y rápidamente se observó su gran eficacia en el control de esta especie de mosca blanca (Onillon y Onillon, 1974). En España, generalmente realiza un buen control (Garrido, 1992). En algunas zonas, A. floccosus aparece además parasitado por Amitus spiniferus, realizando ambos insectos una labor complementaria en el control de la mosca blanca.
 
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Plantas hospedantes:

Es una especie polífaga, alimentándose de plantas pertenecientes a más de 20 géneros de diferentes familias, sin embargo en el área mediterránea manifiesta una preferencia casi exclusiva por plantas del género Citrus.

Origen y distribución:

Es nativa de la parte tropical y subtropical de América. Actualmente se encuentra establecida en Florida, California (Debach, 1970) y en todos los países de la cuenca mediterránea con cultivos de cítricos.
 

Referencias:

Byrne, Bellows & Parrella (1990); Debach (1970); Garrido (1992); Onillon & Onillon (1974); Soto, Ohlenschläger & García Marí (2001); Soto, Ohlenschläger & García Marí (2002).

Cucumber vein yellowing virus (CVYV) Virus del amarilleo del melón

Transmisión:

Mosca blanca. De forma semi-persistente.
Bemisia tabaci Genn.
Según los datos que se dispone, se necesitan 15-20 insectos por planta para realizar la transmisión.
El periodo de adquisición es de 30 minutos, 15 minutos de alimentación, teniendo un periodo de latencia de 75 minutos y un periodo de retención de 6 horas.
 
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Genóma:

ARN (ss).

Localización en la planta :

Presenta inclusiones típicas en forma de “Pinwheels”, características de la familia Potyviridae.

Características de la particula Viral :

Partículas flexuosas de 740-780 nm de longitud, 15-18 nm de diámetro. En un principio se le considero compuesto por una doble cadena de ADN, posteriormente se apoyo la hipótesis de su composición por ARN (Lecoq et al., 2000)
 

Relación con otros Virus :

Se considera relacionado estrechamente con el Sweet potato mild mottle virus, miembro del género Ipomovirus, de ahí que se le considere como posible miembro de este género.
 


Sintomatología:

Comienza con un amarilleo de las venas de las hojas característico, que le da el nombre. Pueden presentarse moteados en las hojas y amarilleo general de la planta. La planta afectada presenta menor desarrollo, frutos de menor tamaño y mosaico en fruto.
Los pepinos partenocárpicos se muestran más sensibles que los no partenocárpicos, aunque también pueden ser portadores del virus.
 
 

Plantas Hospedantes :

Restringido a cucurbitáceas tanto cultivadas como no cultivadas, incluyendo Cucumis sativus, Cucumis melo, C. melo var. Flexuosus, Cucurbita pepo, Cucurbita moschata, Cucurbita foetidissima, Citrullus lanatus, Citrullus colocynthis, Lagenaria siceraria.
 

Diagnóstico:

Por sondas moleculares y por PCR. Basados en la secuencia del virus se han diseñado oligonucleótidos específicos que pueden ser utilizados para la detección de dicho virus mediante RT-PCR (Cuadrado et al., 2001).

Distribución :

Las provincias donde ha sido diagnosticado el virus han sido las señaladas en el mapa.
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Control:

Control del vector, aunque algunos autores citan la poca eficiencia del mismo. Utilización de variedades menos sensibles al virus.
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Referencias:

Lecoq, Desbies, Delecolle, Cohen & Manssur (2000). FALTAN CITAS DE DIRK JANSSEN Y CUADRADO.
Autor: Concepción Jordá y Dirk Janssen.

Beet pseudo-yellows virus (BPYV) Virus del amarilleo del melón

Transmisión:

Mosca blanca. De forma persistente.
Trialeurodes vaporariorum (Weswood)
Periodo mínimo de adquisición y de transmisión de una hora, aunque la eficiencia en la transmisión aumenta con periodos mayores. El periodo máximo de persistencia es de siete días (Wisler G.C. et al., 1998).
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Genóma:

ARN (ss) monopartito.

Localización en la planta:

Limitado al floema. Formación de vesículas membranosas en el citoplasma de las células del floema.

Características de la particula Viral:

Partícula flexuosa de 900-950 nm de longitud y 12 nm de diámetro.
 

Biología y ecología:

A. floccosus realiza la puesta preferentemente en el envés de las hojas de entre 10 y 20 cm2. Las puestas son muy numerosas y destacan por su elevada capacidad de agregación, siendo también muy agregativa la distribución de sus ninfas (Soto et al., 2002). Sus poblaciones pueden aparecer a lo largo de todo el año, aunque el periodo de mayor densidad es en verano y otoño. El número de generaciones anuales pueden llegar a ser de 5 o 6, en años óptimos para su desarrollo (Soto et al., 2001).
 


Sintomatología:

Comienza con un ligero moteado amarillo en áreas internerviales que va avanzando hasta que toda la hoja queda amarilla manteniéndose los nervios verdes.
En ocasiones aparece una mancha amarilla, de márgenes difusos, alrededor de la zona del peciolo. Esta mancha va avanzando hasta que toda la hoja se vuelve amarilla, manteniéndose, así mismo, los nervios verdes.
Este virus afecta fundamentalmente a cultivo protegido de melón ocasionando pérdidas importantes en la producción.
 

Plantas Hospedantes :

El rango de hospedantes es bastante amplio, con especies susceptibles pertenecientes a diferentes familias como Amaranthaceae, Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Compositae, Cucurbitaceae, Malvaceae, etc., incluyendo plantas cultivadas tal como: Cucumis melo L., Cucumis sativus L., Spinacea oleracea L., Beta vulgaris L., Lactuca sativa L., etc. Y plantas silvestres tales como: Beta macrocarpa Gus., Capsella bursapastoris (L.) Medic., Chenopodium album L., Ch. murale L., Sonchus oleraceus L., Taraxacum officinale Webber, etc. Algunas plantas no muestran síntomas aunque estén infectadas, tales como: Datura stramonium L., Physalis floridana Rybd., Malva sylvestris L., etc.
 

Diagnóstico:

Se diagnostica mediante PCR utilizando unos iniciadores específicos para ello y por sonda molecular.

Distribución :

Las provincias donde ha sido diagnosticado el virus han sido las señaladas en el mapa.

Cucurbit yellow stunting disorder virus (CYSDV) Amarilleo de las cucurbitáceas

Transmisión:

Mosca blanca. De forma persistente.
Bemisia tabaci Genn.
Tanto el biotipo B como el Q se consideran eficaces en la transmisión del virus en estudios de transmisión realizados artificialmente.

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Genóma:

ARN (ss) bipartito.

Localización en la planta :

Esta confinado en el floema..

Características de la particula Viral :

Partícula flexuosa de 825-900 nm de longitud.
 

Relación con otros Virus :

Estudios comparativos entre el CYSDV y el Lettuce infectious yellows virus, muestran que hay una cierta similitud entre ambos virus aunque son distintos.
 


Sintomatología:

Similar a la presentada por Beet pseudo-yellows virus.
Comienza con un ligero moteado amarillo en áreas internerviales que va avanzando hasta que toda la hoja queda amarilla manteniéndose los nervios verdes.
Este virus afecta fundamentalmente a cultivo protegido, siendo más importante en pepino que en melón.
 

Plantas Hospedantes :

Restringido a cucurbitáceas. El cultivo de melón y de pepino son los cultivos principalmente afectados. También ha sido citado en calabacín.
 

Diagnóstico:

Por sondas moleculares y por PCR.

Distribución :

Las provincias donde ha sido diagnosticado el virus han sido las señaladas en el mapa.
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Control:

El control del vector podría ser la forma de evitar la expansión de la enfermedad, pero en la práctica dicho control resulta extremadamente difícil y en diversas publicaciones se cita su baja efectividad. La búsqueda de resistencias parece ser la esperanza para la realización de este control.
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Referencias:

Berdiales, Bernal, Sáez, Woudt, Beitia & Rodríguez-Cerezo (1999); Félix, López-Sesé, Almarza, Gómez-Guillamon & Rodríguez-Cerezo (1996); Livieratos, Katis & Coutts (1998); Wisler, Duffus, Liu & Li (1998).
 

Lecanicillium muscarium (Petch)

Sinonimias:

Cephalosporium lecanii Zimm, 1898
Acrostalagmus aphidum Oudem, 1902
Cephalosporium lefroyi Horne, 1915
Cephalosporium aphidicola Petch, 1931
Verticillium hemileiae Bouriquet, 1939
Verticillium lecanii (Zimm.) Viégas, 1939


 

Descripción:

Las colonias en medio de cultivo suelen ser blancas o amarillentas, de aspecto algodonoso. El micelio es septado y las fiálides son solitarias o en verticilo, con un tamaño variable, normalmente entre 12-40 x 0,8-3,0 µm. Los conidios son cilíndricos en un rango entre 2-10 x 1,0-2,6 µm y pueden formar grupos. No presenta clamidosporas (Domsch y Gams, 1993).

Biología y ecología:

Lecanicillium (=Verticillium) lecanii es un patógeno común de cochinillas en zonas tropicales y semitropicales, pero infecta también áfidos y moscas blancas (Charnley, 1997). Los conidios de L. lecanii están cubiertos por una sustancia viscosa que facilita su adhesión a la cutícula del insecto y los hace hidrofílicos (Jeffs et al., 1999).
Las mejores condiciones de crecimiento y multiplicación de este hongo están comprendidas entre 15 y 28ºC y una HR del 80% o superior (Rodríguez, 1994). Algunos autores (Belda et al., 1994) han concluido que las cepas de L. lecanii con conidios más pequeños son más eficaces contra la mosca blanca que aquellas con esporas mayores (que afectan más a áfidos). Estas cepas infectan principalmente a las larvas de mosca blanca, aunque en condiciones de elevada humedad actúan también sobre pupas y adultos.
La especie más importante es L. lecanii pero a menudo se aíslan hongos de insectos con características morfológicas similares que resultan ser otras especies como L. psalliotae, L. fusisporum, L. lamellicola o L. dimorphum (Steenberg y Humber, 1999).
 


Modo de Acción:

La infección del insecto por el hongo ocurre a través de la cutícula o por vía oral. En condiciones elevadas de humedad, los conidios germinan formando un tubo que penetra la cutícula, gracias a procesos físicos y también a la producción de enzimas extracelulares (fundamentalmente proteasas y quitinasas). Esta primera fase (germinación y penetración) dura de 3 a 4 días. Una vez en el hemocele, la invasión de los tejidos dura de 2 a 3 días (Tanada y Kaya, 1993). Los síntomas del insecto son la pérdida de sensibilidad, falta de coordinación de movimiento y parálisis. Cuando se produce la muerte del insecto, éste queda momificado.
L. lecanii produce metabolitos tóxicos para los insectos como ácido dipcolónico, ácido hidroxicarboxílico y ciclosporina (Butt, 2002).
Se ha descubierto que la cutícula de los insectos estimula la producción de proteasas de hongos entomopatógenos como L. lecanii (St Leger et al., 1997) que ésta está compuesta en un 60-70% por proteínas esclerotizadas. Estas proteínas cubren las microfibrillas de quitina de la cutícula de los insectos por lo que las proteasas son fundamentales en el proceso de penetración de la cutícula de los insectos (Charnley, 1997).
 
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Adultos de mosca blanca (izq.) y ninfas (dcha.) parasitados por Lecanicillium lecanii de forma natural. (Fotos cedidas por Harry Evans (CABI Bioscience, UK)).


Formulaciones en el mercado:

Mycotal (Koppert Biological Systems, Holanda), conidios, en polvo mojable; para mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum y Bemisia tabaci) y trips.
Vertalec (Koppert Biological Systems, Holanda), conidios, en polvo mojable; para áfidos (Butt, 2002).
Ambos productos se utilizan en invernaderos de cultivos y ornamentales, ya que requieren una humedad relativa elevada para su actividad óptima (Malsam et al., 1997).
 

Referencias:

Belda et al., (1994), Butt, (2002), Charnley, (1997), Domsch y Gams, (1993), Jeffs et al., (1999), Malsam et al., (1997), Rodríguez, (1994), Steenberg y Humber, (1999), St Leger et al., (1997), Zare y Gams, (2001).
Autor: Leticia Asensio y Luis V. Lopez-Llorca

Encarsia tricolor

Sinonimias:

Encarsia tricolor Föerster, 1878
Prospalta coniugata Masi, 1908
Prospaltella conjugata (Masi); Mercet, 1912
Prospaltella (Doloresia) conjugata Mercet, 1921
Encarsia tricolor Föerster; Viggiani, 1987
 
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Descripción:

Adultos de aproximadamente 1 mm, de color mayoritariamente oscuro.
Hembra: cabeza marrón con stemmaticum amarillo. Mesosoma con pronoto, lóbulo central del mesoscutum, axilas y propodeo marrones; márgenes laterales y posterior del lóbulo central y lóbulos laterales del mesoscutum amarillo oscuro; scutellum amarillo pálido. Gáster marrón. Antenas y patas amarillo pálido. Alas hialinas con ligera infuscación bajo la vena marginal. Ala posterior con venación, tarso de las patas anteriores y posteriores con 5 segmentos, antenas con 8 segmentos y clava de 3.
Macho: Color similar a la hembra pero más oscuro. Morfología semejante pero con antena de 7 segmentos.
 

Biología y ecología:

E. tricolor es un autoparasitoide facultativo de numerosas especies de mosca blanca. Las hembras se desarrollan como endoparasitoides primarios, mientras que los machos se desarrollan como hiperparasitoides en otras especies de endoparasitoides de mosca blanca, incluyendo hembras de su misma especie (Williams, 1994). La hembra puede desarrollarse en todos los estados larvarios de la mosca blanca, pero prefiere parasitar los más avanzados, el macho puede desarrollarse también como hiperparásito en todos los estadios, pero suele esperar el estado de pupa. En la Península Ibérica aparece espontáneamente parasitando Aleyrodes proletella en col y bróculi (Albajes et al. 1980, Nebreda et al., 2004) y Trialeurodes vaporariorum en tomate (Albajes et al. 1980).
 


Estrategias de uso y eficacia:

Aparece como fauna auxiliar autóctona sobre T. vaporariorum y A. proletella en campos cultivados al aire libre que no han sido tratados intensamente con insecticidas.
Su eficacia sobre T. vaporariorum en cultivos al aire libre en climas templados le hizo ser objeto de estudio (Albajes et al. 1980; Avilla & Copland, 1987; Avilla et al., 1991; Artigues et al., 1992) para ser usada como agente en este tipo de cultivos en programas de control integrado de plagas.
Se ha comercializado su uso para el control biológico de T. vaporariorum, pero su ciclo biológico, que incluye el autoparasitismo facultativo, ha hecho que su utilización en el control de mosca blanca haya disminuido en favor de otras especies de afelínidos como E. formosa o Eretmocerus mundus

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Especies hospedantes:

Aleyrodes proletella, A. singularis, A. elevatus, A. lonicerae, A. philadelphi, Trialeurodes vaporariorum, Bemisia tabaci, Aleurotuba jelineki, Bemisia sp. Dialeurodes citri, Pealius azaleae, Tetraleurodes hederae.

Origen y distribución:

Distribución en España: Ampliamente distribuida en el litoral mediterráneo; en Islas Canarias, en la zona centro de la península y Alto Ebro.
Distribución mundial: Ampliamente distribuida en la Región Paleártica.

Referencias:

Albajes et al. (1980); Avilla & Copland, (1987); Avilla et al. (1991); Artigues et al. (1992); Williams (1995); Hernández-Suárez et al. (2003); Nebreda et al. (2004).
Autor: Miguel Nebreda

Tomato chlorosis virus (ToCV)

Transmisión:

Mosca blanca.
Trialeurodes vaporariorum (Weswood)
Trialeurodes abutilonea (Haldeman)
Bemisia tabaci (Gennadius). Biotipos a y B o B. argentifolii

Genóma:

ARN (ss) bipartito.

Localización en la planta:

Limitado al floema.

Características de la particula Viral:

Partícula flexuosa de 800-850 nm de longitud.
 

Relación con otros Virus:

A pesar de su sintomatología similar al TICV, no presenta relación serológica con este.
También hay diferencia en lo relacionado a la transmisión con los vectores.
Muestra bastante homología con el ARN-1 y ARN-2 del Lettuce infectious yellows virus (LIYV).
 

Sintomatología:

Moteado clorótico y amarilleo internervial de hojas que a menudo desarrollan manchas rojizas, bronceadas o necróticas y enrollamiento de las hojas inferiores que se vuelven quebradizas.
Más tarde y progresivamente aparecen síntomas en las hojas jóvenes de amarilleo internervial manteniendo las venas el color verde oscuro.
No se ven síntomas en flores o frutos, aunque estos disminuyen en tamaño y número.
Reducción del tamaño de la planta debido a la disminución del área fotosintética.
La sintomatología es similar a la presentada por el Tomato infectious chlorosis virus (TICV).
 


Control

El control se basa en la disminución de la población de mosca, mediante mallas y/o la utilización de control integrado.
 


Diagnóstico:

- Nicotiana benthamiana y N. clevelandii pueden ser utilizadas como huéspedes diferenciales. Ambas muestran amarilleo internervial con TICV y ToCV, pero sólo con TICV aparecen manchas necróticas en estos hospedadores.
- Por técnicas moleculares: PCR (Navas-Castillo et al., 2000; Louro et al., 2000) y por Hibridación molecular.
   
 

Plantas hospedantes:

Lista de hospedantes muy reducida. Afecta a tomate, Solanum nigrum, Nicotiana benthamiana y N. clevelandii.
ToCV no afecta a lechuga y/o a alcachofa y TICV si que es capaz de infectarlas.

Distribución:

En el mapa puede verse, señalado por provincias, donde se ha realizado al menos una detección del virus (Julio, 2004).


Referencias:

Louro, Accotto & Vaira (2000); Font, Vaira, Accotto, Lacasa, Serra, Gomila, Juarez & Jordá (2002); Font, Juarez, Martínez & Jordá (2004); Wisler, Li, Liu, Lowry & Duffus (1998); Navas-Castillo, Camero, Bueno & Moriones (2000).
Autor: Concepción Jordá, Isabel Font y Jesús Navas

Tomato infectious chlorosis virus

Transmisión:

Mosca blanca.
Trialeurodes vaporariorum (Weswood) de forma persistente
Periodo mínimo de adquisición del virus por la mosca: 1 h.
Periodo mínimo de inoculación: 1 h.
Periodo mínimo de retención: 4 días

 

Genóma:

ARN (ss) bipartito.

Localización en la planta :

Limitado al floema.

Características de la particula Viral :

Partícula flexuosa de 850-900 nm de longitud.

Sintomatología:

Similar a la presentada por el Tomato chlorosis virus (ToCV), pero en este caso más severa. Amarilleo internervial de hojas que a menudo desarrollan manchas rojizas, bronceadas o necróticas, fragilidad de las hojas. Severas pérdidas en campo.
Los síntomas tempranos de TICV son evidentes en hojas más viejas y se asemejan a problemas nutricionales.
Los síntomas en flores o frutos no son demasiado aparentes aunque estos disminuyen en tamaño y número.
Reducción del tamaño de la planta debido a la disminución del área fotosintética.

Relación con otros Virus :

A pesar de su sintomatología similar al ToCV, no presenta relación serológica con este.
 
 


Control:

El control se basa en la disminución de la población de mosca, mediante mallas y/o la utilización de control integrado.
 
 


Diagnóstico:

- Nicotiana benthamiana y N. clevelandii pueden ser utilizadas como huéspedes diferenciales. Ambas muestran amarilleo internervial con TICV y ToCV, pero sólo con TICV aparecen manchas necróticas en estos hospedadores.
- Por técnicas moleculares: PCR (Navas-Castillo et al., 2000; Louro et al., 2000) y por Hibridación molecular.
   
 


Plantas Hospedantes :

Tomate (Lycopersicon sculentum L.), tomatillo (Physalis ixocarpa Brot.), patata (Solanum tuberosusm L.), alcachofa (Cynara scolymus L.), lechuga (Lactuca sativa L.), Chenopodium murale, C.album, Aster chino y petunia (Petunia x hybrida Vilm.)
 

Distribución :

En el mapa puede verse, señalado por provincias, donde se ha realizado al menos una detección del virus (Julio, 2004)
 

Referencias: :

Font, Juarez, Martínez & Jordá (2004); Font, Vaira, Accotto, Lacasa, Serra, Gomila, Juarez & Jordá (2002); Wisler, Liu, Klaassen, Duffus & Falk (1996); Duffus, Hsing-Yeh & Wisler (1996).
Autor: Concepción Jordá, Isabel Font y Jesús Navas

Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV) Virus del rizado amarillo del tomate

Transmisión:

  • Bemisia tabaci Genn., de forma persistente, circulativa.
  • En la transmisión circulativa del TYLCV está implicada una bacteria endosimbionte tipo C de la mosca blanca (Morin et al., 1999; Czosnek et al., 2001ª).
Hay diferencias de eficacia en la transmisión según el biotipo de la mosca blanca presente. El biotipo B y Q se muestran muy eficaces, e incluso el Q más que el B.
El biotipo Q se encuentra ampliamente distribuido, ha sido citado desde el Algarve hasta Valencia, y además en Cabo Verde, Canarias, Marruecos, Italia (Sicilia y Cerdeña) e Israel.
La especie Israel del virus (TYLCV) es transmitida con más eficiencia por el vector que la especie Sardinia (TYLCV-Sar).
La incidencia de la enfermedad se la relaciona directamente con la densidad de la población del vector.
El virus puede ser adquirido tanto en el estado de adulto como en el de larva, pero sólo es propagado por los adultos. La mosca tiene un periodo de adquisición e inoculación del virus de 15-30 minutos. El periodo de incubación es de 21 horas y queda el insecto infectivo unos 20 días. El biotipo B es capaz de transmitirlo a su descendencia.


Genóma:

Circular de cadena simple de ADN (Genoma monopartito).

Localización en la planta :

El virus se localiza en el floema de las plantas afectadas.
Dentro de las células las partículas se acumulan en el núcleo, presentando unas inclusiones típicas en forma de anillo.

Estudios posteriores han revelado que aunque el virus se encuentra principalmente en tejidos vasculares, puede llegar a alcanzar el parénquima lagunas y ocasionalmente el parénquima en empalizada de las hojas afectadas, pero nunca en las células epidérmicas (Ber et al., 1990; Pinner et al., 2000).

Características de la particula Viral :

Partículas isométricas, geminadas, de aproximadamente 20 x 30 nm
 


Sintomatología:

La sintomatología esta influenciada por las condiciones ambientales, precocidad e intensidad de la infección, variedad de tomate y especie del virus presente. En general en tomate presenta una parada del desarrollo dándole un aspecto achaparrado. Presenta enrollamiento de hojas a lo largo del nervio principal mostrando la forma típica, que le da nombre, de cuchara. Clorosis más o menos intensa en los bordes de las hojas.
Rizado internervial y amarilleo. En ocasiones pueden observarse ciertos matices violáceos en el envés de las hojas. Los nuevos foliolos presentan una reducción del tamaño y deformaciones, apareciendo engrosados, fruncidos internervialmente y con clorosis. En ocasiones, la lámina foliar se reduce tanto que llega a quedar reducida al máximo. Los síntomas han sido confundidos en algunos casos con los ocasionados por el fitoplasma “Stolbur”.

Abscisión de flores y los frutos cuajados son más pequeños y de color más pálido.
La especie Israel (TYLCV) ocasiona una sintomatología más severa que la especie Sardinia (TYLCSV).
Los síntomas son tanto más evidentes cuánto más pequeñas son las plantas cuando se infectan.
En judía presenta engrosamiento de los foliolos de las hojas adultas que adquieren una tonalidad verde más intensa, observándose un fruncido característico y, en ocasiones, un abarquillado hacia el haz o hacia el envés de los mismos. Falta de desarrollo de la planta. Aborto y esterilidad floral y los frutos cuajados se desarrollan anormalmente con lo que pierden su valor comercial.
Los brotes nuevos se desarrollan de forma anormal, con entrenudos cortos, una importante reducción de la lámina foliar y aspecto redondeado de la misma. También se puede observar una gran proliferación de tallos axilares, que unido al tamaño reducido de los foliolos da al conjunto un aspecto arbustivo. Las pérdidas de producción pueden ser importantes (Monci et al., 2000).
En pimiento, clorosis internervial y marginal en las hojas, que aparecen curvadas hacia el haz. Los frutos presentan amarilleamiento y morfología anormal (Reina et al., 2000).
 
 

 

Especies de TYLCV:

Las especies del TYLCV según la última revisión (Fauquet et al., 2003), quedan determinadas en seis especies, estableciéndose su separación por existir en su genoma diferencias superiores al 90%. Las especies son las siguientes:
  • TYLCV: Coincidente con la antigua especie Israel
  • TYLCSV: Especie Sardinia
  • TYLCCNV: China
  • TYLCGV: Gezira
  • TYLCMV: Málaga (*)
  • TYLCThV: Tailandia (genoma bipartito)

(*) Esta especie es un recombinante entre la especie Israel y la especie Sardinia. Este virus presenta en campo con relativa frecuencia recombinantes que presentan aspectos epidemiológicos diferentes.
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Plantas Hospedantes :

El rango de hospedantes varía entre especies del virus e incluso entre aislados diferentes del virus dentro de la especie. Las plantas pueden ser infectadas y no presentar síntomas como ocurre con algunas de las plantas silvestres. A continuación se citan las plantas que han sido diagnosticadas positivas tras infección natural, tanto silvestres como cultivadas, para cada especie viral.
Especie Israel (TYLCV):
Amaranthus retroflexus L., Borreria sp., Capsicum annuum L., Capsicum chinense Jacq., Cleome viscosa L., Croton lobatus (L.) Muell. Arg., Cynanchum acutum L., Datura stramonium L., Eustoma grandiflorum (L.) Cass., Ipomea indica (Buró.) Merr., Lycopersicon pimpinellifolium (L.) P.Mill., Lycopersicon sculentum Mill., Malva parviflora L., Macroptilium sp., Macroptilium lathyroides (L.) Urb., Mercuriales ambigua L., Phaseolus vulgaris L., Sida sp., Solanum nigrum L., Urtica sp., Sonchus sp., Wissadula sp.
Especie Sardinia (TYLCSV):
Datura stramonium L., Lycopersicon sculentum Mill., Solanum luteum Mill., Solanum nigrum L.


Estrategias de Control :

- El control del virus debe comenzar por el propio semillero, cuyo cuidado debe ser exhaustivo.
Eliminación de los posibles reservorios del virus, plantas silvestres y plantas del cultivo afectadas.
- Control del vector por medios químicos, biológicos o el control integrado que es el más recomendable.
- Utilización de barreras físicas: Utilización de cultivo bajo malla o mallas en puertas, ventanas y zonas de aireación. (Mallas de 14 x 10). - Cubiertas de polietileno filtrable o mallas filtrables: Ocasionan confusión en el insecto vector al impedir la entrada de determinada longitud de onda necesaria para la mosca.
- Utilización de variedades resistentes o tolerantes.
 

Diagnóstico :

Varias son las técnicas utilizadas para la realización del diagnóstico de este virus o conjunto de especies de virus.
- Serológicos: Presentan el inconveniente del bajo poder inmunogénico del virus, su baja proporción en los tejidos de las plantas infectadas y las reacciones cruzadas con otros begomovirus. Hay diversos antisueros comerciales, tanto monoclonales como policlonales, aplicables mediante ELISA-TAS. Otra técnica de diagnóstico es por Inmunoimpresión Directa-LISA. También existen Kits de bolsillo para la detección “in situ” del virus.
- Moleculares: Son técnicas específicas y sensibles. Las técnicas moleculares para la detección del virus son la hibridación molecular y PCR. La hibridación molecular se utiliza para la detección del virus cuando hay que procesar un gran número de muestras y también es eficiente en la detección en el insecto vector (Accotto et al., 2000). Se emplean diferentes métodos de hibridación: Dot blot, Southern blot, Squash blot.
La amplificación por PCR es una técnica altamente sensible que permite la detección, tras el diseño adecuado de cebadores, de geminivirus en general, el virus en particular e incluso la diferenciación entre especies y las infecciones mixtas (Rojas et al.; Accotto et al., 2000; Martínez-Culebras et al., 2001; Navas-Castillo et al., 1998).

Distribución :

En el mapa puede verse, señalado por provincias, donde se ha realizado al menos una detección del virus (Julio, 2004).
Image

Referencias:

Ber, Navot, Zamir, Antignus, Cohen & Czosnek (1990); Font, Martínez & Jordá (2000); Font, Martínez, Gomila & Jordá (2002); Font, Rubio, Guerri, Moreno & Jordá (2002); Jordá, Font, Martínez, Juárez, Ortega & Lacasa (2001); Martínez, Font & Jordá (2001), Monci, Navas-Castillo & Moriones (2001), Monci, Navas-Castillo, Sánchez-Campos, Martín, Sáez Alonso & Moriones (2000), Monci, Arnó, Accotto, Noris & Cavallarin (1993), Navas-Castillo, Díaz, Sánchez-Campos & Moriones (1998), Navas-Castillo, Sánchez-Campos, Díaz, Sáez-Alonso & Moriones (1997), Navas-Castillo, Sánchez-Campos, Díaz, Sáez-Alonso & Moriones (1998), Navas-Castillo, Sánchez-Campos, Noris, Louro, Accotto & Moriones (2000), Pinner, Medina, Sabini, Achón & Markham (2000), Reina, Morilla, Bejarano, Rodríguez, Jamssen & Cuadrado (1999), Rojas, Gilbertson, Russell & Maxwell (1993).
Autores: Concepción Jordá, Isabel Font y Jesús Navas.

Enemigos naturales autóctonos en cultivos hortícolas bajo abrigo en Almería

Nombre científico: Eretmocerus mundus Mercet
Especie plaga sobre la que actúa: mosca blanca. Bemisia tabaci (Gennadius).

Entre los enemigos naturales de Bemisia tabaci que han aparecido de forma espontánea en los cultivos hortícolas protegidos almerienses, Eretmocerus mundus Mercet es el más abundante y el más ampliamente distribuido (Rodríguez Rodríguez, M.D. et al., 1994).

El parásito Eretmocerus mundus es un Hymenóptero perteneciente a la familia Aphelinidae. El adulto, una pequeña avispa de 1mm de longitud posee las antenas en forma de mazo, formadas por 5 segmentos en las hembras y 3 en los machos y la cabeza, tórax y abdomen son de color amarillo o amarillo-marrón (siendo los machos más oscuros que las hembras), mientras que las patas, con tarsos de 4 segmentos, son largas, delgadas y de color más claro que el resto del cuerpo.

Eretmocerus mundus pasa por los estados de huevo, tres estadíos larvarios, pupa y adulto. Dependiendo de la temperatura y el estadío en que Bemisia tabaci es parasitada, el ciclo de vida de E.mundus se completa en 16 días a una temperatura de 25ºC, necesitando con temperaturas más bajas más de un mes (44 días a 14ºC). La longevidad de las hembras durante el invierno es alta, siendo capaces de permanecer activas durante esta época, lo que favorece su propagación sobre cualquier huésped vegetal (Gerling, 1983), citado por Rodríguez, M.D., 1997.

E. mundus es muy eficiente en la búsqueda de su huésped B.tabaci. Parasita todos los estadíos larvarios de B.tabaci, aunque prefiere y se reproduce mejor sobre larvas del segundo o tercer estadío.
Las hembras de E. mundus exploran las hojas en busca de larvas de B.tabaci, reconoce y evita la oviposición en el huésped ya parasitado palpándolo con sus antenas. Una vez detectado y aceptado el huésped, la hembra se coloca de espaldas a la larva, de modo que esta se queda en contacto con el ovipositor, y empleando sus patas traseras levanta la larva de Bemisia tabaci y realiza la puesta entre la larva y la hoja. Posteriormente, la larva de primer estadío del parasitoide se introduce en el interior de la larva de mosca blanca, continuando su desarrollo a expensas de ésta hasta alcanzar el estado adulto.

La larva de mosca blanca parasitada por E.mundus adquiere una coloración amarilla-dorada que puede ser observada a simple vista y cuando el adulto se ha formado, se le aprecian por transparencia los ojos oscuros y los rudimentos alares. El exuvio de la larva parasitada es más globoso que el de la larva sin parasitar. En un determinado momento, el adulto corta con sus mandíbulas la cubierta quitinosa y produce un orificio por el que saca primero su cabeza, posteriormente las patas y por fin todo su cuerpo. A continuación despliega sus alas y se convierte en insecto adulto normal, con los tres típicos puntos rojos en forma triangular sobre la cabeza y los ojos de color verde oscuro.

Los exuvios vacíos o mudas, de la larva de mosca blanca parasitada, mantienen una coloración amarillenta, a diferencia de las no parasitadas que son de color blanco traslúcido. En las parasitadas se aprecia el orificio circular que el parásito ha practicado para emerger, distinguiéndose fácilmente de las mudas normales de la mosca blanca en forma de T.

Aparte de la mortalidad inducida por el parasitismo en si, E. mundus realiza picaduras alimenticias sobre las larvas jóvenes de B. tabaci provocándoles también la muerte, lo cual es una ventaja adicional. E. mundus puede llegar a provocar un 10% de mortalidad por picaduras alimenticias (Gerling & Fried, 2000), citado por Téllez, M.M., 2002.

E. mundus es un parasitoide muy específico y de alta eficacia, mostrando altos niveles de parasitismo de B. tabaci en una gran variedad de cultivos hortícolas. Puede presentar hiperparasitismo.


Para respetar a E. mundus es imprescindible un manejo adecuado de las aplicaciones de fitosanitarios, así como conocer su selectividad o compatibilidad.


Eretmocerus mundus

Otras especies beneficiosas autóctonas que también ejercen acción sobre mosca blanca
Además de Eretmocerus mundus Mercet, se han identificado otros parásitos de aparición espontánea, siendo los géneros Encarsia y Eretmocerus los que mayor número de especies recogen, entre los cuales cabe destacar: Encarsia adrianae López-Ávila, Encarsia formosa Gahan, Encarsia inaron (Walker), Encarsia lútea (Masi), Encarsia luteola Howard, Encarsia meritoria Gahan, Encarsia mineoi Viggiani, Encarsia pergandiella Howard, Encarsia transvena Timberlake, y Eretmocerus haldemani howard.

También se han identificado especies depredadoras como los míridos Macrolophus caliginosus (Werner), Nesidiocoris tenuis (Reuter) y Dicyphus tamaninii Wagner y el díptero Coenosia attenuata Stein (mosca tigre), el único de los citados que depreda adultos de mosca blanca, de reciente aparición en parcelas de cultivos hortícolas en invernaderos de Almería (Rodríguez Rodríguez, M.D., 2002).




Recomendaciones complementarias de manejo
Se recomienda la introducción conjunta de Macrolophus caliginosus con E. mundus, preferentemente durante el ciclo de primavera o cultivos con calefacción en tomate, berenjena, pimiento y judía. E. mundus es el parásito más eficaz en el control de B. tabaci, perfectamente adaptado a las condiciones medioambientales de Almería. Observaciones realizadas en los meses de diciembre-enero han demostrado la gran actividad que desarrolla en esa época. También permanece activo en el verano, con altas temperaturas y humedades relativamente bajas. La incorporación reciente de este predador en formulados comerciales fortalece el manejo integrado de una de las plagas más graves de los cultivos hortícolas bajo invernadero. Si se realizan tratamientos químicos alternativos, se debe tener iformación sobre la acción selectiva de los insecticidas. Cuando existe un alto nivel de parasistismo y se produce mucha entrada de mosca blanca, se pueden hacer tratamientos puntuales con jabón para bajar la población, los cuales se pueden localizar en la parte superior de la planta. El control de B. tabaci por E. mundus puede favorecerse con la utilización de otros depredadores auxiliares, como Macrolophus caliginosus, el uso de variedades resistentes en cultivos con problemas de virosis y mediante medidas preventivas, como un mejor cerramiento de los invernaderos con mallas de 20 x 10 hilos/cm2, para limitar la entrada de adultos de la plaga. Al desarrollar la estrategia de control, deben por supuesto tenerse en cuenta características del cultivo.

Aproximadamente a las dos o tres semanas de realizar las sueltas, se pueden observar los primeros síntomas de parasitación. Eretmocerus se introduce al observar la aparición de las primeras larvas de mosca blanca, realizando las sueltas con intervalos de una semana, hasta alcanzar un nivel alto de parasitismo (70-80%). Como mínimo se realizan tres sueltas sucesivas. En cultivos sembrados en verano, se pueden realizar sueltas preventivas introduciendo dosis bajas desde el principio (0,5 - 1 EM/m2). La dosis puede incrementarse o reducirse, tanto en cantidad como en duración de los períodos de sueltas, en función de la incidencia de la plaga medida de acuerdo con criterios técnicos. La suelta debe realizarse en toda la superficie del cultivo, concentrándola en las zonas más expusetas a la entrada de la mosca.

Adulto de Eretmocerus mundus